電泳軟體分析為什麼不能選ddd
① 這個瓊脂糖凝膠電泳圖怎麼分析呢
Marker是分不同大小的，依據不同目的條帶大小用的，你用的Marker的最大大小的條帶都比你的基因組條帶小，所以換Marker嘍。
你私信問我的為什麼會有紅色，我的回答是：
我感覺這是你的成像系統的設定問題。我用過處理照片的軟體Lightroom,如果照片中有超亮的區域，在修改照片的時候會顯示這種紅色，以表示過度曝光了。
② 論文PCR電泳結果用什麼軟體編輯
這個有個很好用的免費軟體ImageJ，是NIH編的，做這個分析最好了。
有很多凝膠成像儀都自帶可以分析電泳條帶灰度的軟體，操作也很簡單。
從血液中提取核酸，不能用肝素作抗凝劑，否則會影響後續的PCR反應，建議使用ACD抗凝劑，具體配方可網上網路，只需檸檬酸、檸檬酸鈉和NaAc
③ 用imagej 分析完電泳圖譜以後怎麼用分析
ImagJ是一款簡單的圖像處理與分析軟體，可以用來進行WB定量分析。
一、利用ImagJ對WB條帶進行灰度分析
1、File——》open 打開WB片子
2、把圖片轉化成灰度圖片
image——》type——》8-bit
3、消除背景影響
process——》subtract background 選擇50基本可以
4、設置定量參數
analyze——》set measurements，點擊面積，平均密度和灰度值及Integrated Density
5、設置單位
analyze——》set scale ，在「unit of length」的方框里輸入「pixels」
6、把圖片轉換成亮帶，Edit——》invert
7、選擇Freehand
Selection，盡量把條帶圈起來，點擊鍵盤m，出來IntDen灰度值
8、復制數據IntDen進行分析
二、利用ImagJ對WB條帶進行密度分析
1、File——》open 打開WB片子
2、如條帶不正，需修正
image——》transform——》rotate
調節angle值，直到條帶水平為止
3、選中矩形選項，圈中第一個條帶，然後 analyze——》gels——》select first
lane（快捷鍵ctrl+1），然後移動第一個條帶上的矩形到第二個條帶上，analyze——》gels——》select second
lane（快捷鍵 ctrl+2），最後analyze——》gels——》plotlanes
4、選中直線工具，將開口的波峰關閉
5、選中魔棒工具，點擊波峰可以顯示波峰下面積，即條帶的密度值
6、以第一個數值為基數，其他數值與第一個數值的比值為相對密度
④ 求助 誰會用軟體分析PCR電泳條帶的 我想定量分析一下
這個有個很好用的免費軟體 Image J，是NIH編的，做這個分析最好了
可以到這里下載 http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html
⑤ SDS-聚丙烯醯胺凝膠電泳 上下槽電極緩沖液用過一次後,是否可混合再用為什麼
不能。原因如下：
電泳的過程中，電極緩沖液中的水分會被蒸發，導致裡面的離子濃度升高。加之電解過程中是對裡面水的電解，也引起水的減少。離子強度過大，會影響到蛋白質的活性，使電泳速度減慢，條帶不清晰。
血清蛋白醋酸纖維薄膜電泳與濾紙相比較，有以下優點。醋酸纖維素薄膜對蛋白質樣品吸附極少，無「拖尾」現象，染色後背景能完全脫色，各種蛋白質染色帶分離清晰，因而提高了測定的精確性。
(5)電泳軟體分析為什麼不能選ddd擴展閱讀：
聚丙烯醯胺凝膠電泳不同蛋白質分子所帶電荷的差異及分子大小的不同所產生的不同遷移率將蛋白質分離成若干條區帶，如果分離純化的樣品中只含有同一種蛋白質，蛋白質樣品電泳後，就應只分離出一條區帶。
從而能達到分離不同分子量蛋白的目的。主要用在檢定蛋白混合物中的目的蛋白含量，或是電泳後用於WB分析。
⑥ 請問在做完western blot 後，用圖像分析軟體得到光密度值，接下來怎麼做統計分析，要詳細的步驟
Western Blot原理
Western免疫印跡（Western Blot）是將蛋白質轉移到膜上，然後利用抗體進行檢測。對已知表達蛋白，可用相應抗體作為一抗進行檢測，對新基因的表達產物，可通過融合部分的抗體檢測。
N E.h+l/g#c"b%B-[&Aâ?ѻ?ϭwww.genecool.com 推薦書籍：《分子克隆》、《抗體技術實驗指南》、Antibodies（a laboratory manual， wrote by Ed Harlow ，david lane）、《蛋白電泳實驗技術》、《蛋白質技術手冊》等。
與Southern或Northern雜交方法類似，但Western Blot採用的是聚丙烯醯胺凝膠電泳，被檢測物是蛋白質，「探針」是抗體，「顯色」用標記的二抗。經過PAGE分離的蛋白質樣品，轉移到固相載體（例如硝酸纖維素薄膜）上，固相載體以非共價鍵形式吸附蛋白質，且能保持電泳分離的多肽類型及其生物學活性不變。以固相載體上的蛋白質或多肽作為抗原，與對應的抗體起免疫反應，再與酶或同位素標記的第二抗體起反應，經過底物顯色或放射自顯影以檢測電泳分離的特異性目的基因表達的蛋白成分。該技術也廣泛應用於檢測蛋白水平的表達。
網上關於這個實驗的內容還是比較多的，推薦可以去這里看看，應該還算不錯
http://www.genecool.com/bbs/viewthread.php?tid=8199&page=1#pid31696
⑦ 在其他地方看到有用bandscan軟體來分析PCR條帶亮度的說法。用於分析RNA表達量，請問可以用這個嗎
楚誼守籠址帆婆甜泰島
⑧ 影響毛細管電泳分離的主要因素有哪些
影響毛細管電泳分離的主要因素
緩沖液
緩沖試劑的選擇主要由所需的pH決定，在相同的pH下，不同緩沖試劑的分離效果不盡相同，有的可能相差甚遠。CE中常用的緩沖試劑有：磷酸鹽、硼砂或硼酸、醋酸鹽等。
緩沖鹽的濃度直接影響到電泳介質的離子強度，從而影響Zeta電勢，而Zeta電勢的變化又會影響到電滲流。緩沖液濃度升高，離子強度增加，雙電層厚度減小，Zeta電勢降低，電滲流減小，樣品在毛細管中停留時間變長，有利於遷移時間短的組分的分離，分析效率提高。同時，隨著電解液濃度的提高，電解液的電導將大大高於樣品溶液的電導而使樣品在毛細管柱上產生堆積的效果，增強樣品的富集現象，增加樣品的容量，從而提高分析靈敏度。但是，電解液濃度太高，電流增大，由於熱效應而使樣品組分蜂形擴展，分離效果反而變差。此外，離子還可以通過與管壁作用以及影響溶液的粘度、介電常數等來影響電滲，離子強度過高或過低都對提高分離效率不利。
pH值
緩沖體系pH的選擇依樣品的性質和分離效率而定，是決定分離成敗的一大關鍵。不同樣品需要不同的pH分離條件，控制緩沖體系的pH值，一般只能改變電滲流的大小。pH能影響樣品的解離能力，樣品在極性強的介質中離解度增大，電泳速度也隨之增大，從而影響分離選擇性和分離靈敏度。pH還會影響毛細管內壁硅醇基的質子化程度和溶質的化學穩定性，pH在4-10之間，硅醇基的解離
度隨pH的升高而升高，電滲流也隨之升高。因此，pH為分離條件優化時不可忽視的因素。
分離電壓
在CE中，分離電壓也是控制電滲的一個重要參數。高電壓是實現CE快速、高效的前提，電壓升高，樣品的遷移加大，分析時間縮短，但毛細管中焦耳熱增大，基線穩定性降低，靈敏度降低;分離電壓越低，分離效果越好，分析時間延長，峰形變寬，導致分離效率降低。因此，相對較高的分離電壓會提高分離度和縮短分析時間，但電壓過高又會使譜帶變寬而降低分離效率。電解質濃度相同時，非水介質中的電流值和焦耳熱均比水相介質中小得多，因而在非水介質中允許使用更高的分離電壓。
溫度
溫度影響分離重現性和分離效率，控制溫度可以調控電滲流的大小。溫度升高，緩沖液粘度降低，管壁硅輕基解離能力增強，電滲速度變大，分析時間減短，分析效率提高。但溫度過高，會引起毛細管柱內徑向溫差增大，焦耳熱效應增強，柱效降低，分離效率也會降低。
添加劑
在電解質溶液中加入添加劑，例如中性鹽、兩性離子、表面活性劑以及有機溶劑等，會引起電滲流的顯著變化。表面活性劑常用作電滲流的改性劑，通過改變濃度來控制電滲流的大小和方向，但當表面活性劑的濃度高於臨界膠束濃度時，將形成膠束。加入有機溶劑會降低離子強度，Zeta電勢增大，溶液粘度降低，改變管壁內表面電荷分布，使電滲流降低。在電泳分析中，緩沖液一般用水配製，但用水一有機混合溶劑常常能有效改善分離度或分離選擇性。
毛細管電泳處理軟體界面
進樣
CE的常規進樣方式有兩種：流體力學和電遷移進樣。電遷移進樣是在電場作用下，依靠樣品離子的電遷移和(或)電滲流將樣品注入，故會產生電歧視現象，會降低分析的准確性和可靠性，但此法尤其適用於粘度大的緩沖液和CGE情況。流體力學進樣是普適方法，可以通過虹吸、在進樣端加壓或檢測器端抽空等方法來實現，但選擇性差，樣品及其背景同時被引入毛細管，對後續分離可能產生影響。通過進樣時間也可以來改善分離效果，進樣時間過短，峰面積太小，分析誤差大。進樣時間過大，樣品超載，進樣區帶擴散，會引起峰之間的重疊，與提高分離電壓一樣，分離效果變差。
另外，毛細管電泳技術的高分離性能以及消耗試劑少等特點使其分析領域得到了廣泛的應用，但是其常規分析的靈敏度不能適應痕量分析的要求，限制了它的應用和推廣。樣品前處理技術可以提高樣品通量或將痕量分析物進行預富集，去除樣品基質，將其與毛細管電泳技術聯用不僅可以提高分析的靈敏度，同時也消除了大部分可能的基質干擾，是一種比較理想的富集分離檢測技術。常用的有CE一流動注射聯用技術、固相萃取-CE聯用技術、固相微萃取-CE聯用技術、液相微萃取-CE聯用技術、微透析-CE聯用技術和膜萃取-CE聯用技術。